숙주와 함께 활동하는 나노박테리아

자연 미생물학 8권, 727~744페이지(2023)이 기사 인용

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후보 박테리아 문 Omnitrophota는 분리되지 않았으며 잘 이해되지 않았습니다. 우리는 서식지, 대사 특성 및 생활 방식을 평가하기 위해 Earth Microbiome Project 데이터와 함께 6개 클래스, 276종을 대표하는 72개의 새로 서열화된 349개의 기존 Omnitrophota 게놈을 분석했습니다. 우리는 형광 활성화 세포 분류와 차등 크기 여과를 적용하여 대부분의 Omnitrophota가 물, 퇴적물 및 토양에서 발견되는 초소형(~0.2μm) 세포임을 보여주었습니다. 6개 클래스의 Omnitrophota 게놈은 감소하지만 초산생성(Wood-Ljungdahl 경로 유무에 관계없이) 및 다양한 호흡을 포함한 주요 생합성 및 에너지 보존 경로를 유지합니다. Omnitrophota 게놈의 최소 64%는 박테리아 공생체의 전형적인 유전자 클러스터를 암호화하며 이는 숙주와 관련된 생활 방식을 암시합니다. 우리는 안산암, 현무암 또는 화강암 풍화가 지배적인 토양에서 얻은 정량적 안정 동위원소 조사 데이터의 목적을 변경하고 절대 박테리아 포식자와 일치하는 높은 동위원소 섭취량을 가진 3개 계열을 식별했습니다. 우리는 대부분의 Omnitrophota가 포식자나 기생충으로서 다양한 생태계에 서식한다고 제안합니다.

후보 박테리아문 Omnitrophota(동의어: OP3, Omnitrophica, Omnitrophicaeota, 여기서 공식적으로 Omnitrophota로 명명)는 16S 리보솜 RNA 유전자 조사1,2, 특히 물과 퇴적물에서 확인되었습니다. 발표된 16S rRNA 유전자2,3 및 메타게놈 기반2,4 연구에 따르면 Omnitrophota는 Planctomycetota-Verrucomicrobiota-Chlamydiota(PVC) 상층문에 속합니다. Omnitrophotota는 분리되지 않았으며 현미경으로 관찰된 종은 2종뿐입니다. 'Candidatus Omnitrophus Magneticus' SKK-01(참조 5)은 황 함유물을 함유한 독립 생활로 추정되는 대형 난형 자성 박테리아(이하 SKK-01)로 기술되었습니다. '카. Velamenicoccus Archaeovorus의 LiM6은 메탄생성, 리모넨 분해 농축 배양물에 존재하는 작은(0.2~0.3μm) 구균으로 유리 세포와 Methanosaeta6를 포함한 다른 박테리아 또는 고세균의 출현균으로 확인되었습니다. V. Archaeovorus는 epibiont로 살아갈 때 다른 전사 출력을 가지며 리보솜 함량을 증가시키고 숙주 세포를 손상시키거나 죽이는 것으로 보입니다6. SKK-01과 V. Archaeovorus LiM의 다양한 생활 방식을 고려할 때 둘 중 어느 것이 문에 대한 의미 있는 대표인지 여부는 불분명합니다.

이전 보고서에서는 Omnitrophota 단일 증폭 게놈(SAG) 및 메타게놈 조립 게놈(MAG)의 대사 능력에 종속영양성 호기성 호흡 또는 초산 생성4,5,6,7,8이 포함된다고 제안했습니다. 남극 호수에서 나온 14개의 Omnitrophota MAG와 흑해 퇴적물에서 나온 단일 MAG의 비교 유전체학은 모두 절대 발효기임을 시사했습니다7,9. 그러나 지금까지 Omnitrophota 문의 맥락 내에서 게놈 데이터를 해석하려는 체계적인 노력이 부족했습니다.

여기서 우리는 Omnitrophota 생물학에 대한 보다 포괄적인 그림을 제시하기 위해 세포 크기 및 현장 대사 연구와 함께 SAG(75) 및 MAG(346)의 개요를 분석합니다.

Omnitrophota로 분류된 게놈(421)은 75개의 SAG와 346개의 MAG를 포함하여 우리 자신의 새로운 데이터(72개 게놈)와 기존 데이터(349개 게놈)로부터 수집되었습니다(그림 1 및 보충 표 1). 게놈은 호수나 강물(111), 지하수(97), 지열 퇴적물(64), 벌크 토양(59), 폐수(37) 및 해양 또는 기타 염분 퇴적물(30)을 포함한 환경 생물 군계 샘플에서 유래되었습니다.

a, 90% 이상의 완전한 Omnitrophota 게놈에 대한 게놈 크기 추정치. b, 이 분석에 포함된 모든 Omnitrophota 게놈의 게놈 완전성 및 16S rRNA 유전자 검출 통계. 색상은 클래스를 나타냅니다. a와 b에서 상자 그림은 사분위간 범위를 나타내고 가로/세로 막대는 평균, 세로/가로 막대는 95% 신뢰 구간을 나타냅니다. c, 204개 Omnitrophota 종 대표의 연결된 Bac120 마커 세트로부터 구성된 최대 가능성 계통발생. 각 팁 끝에 있는 괄호 안의 숫자는 보충 표 1의 게놈 ID에 해당합니다. 점선 노드는 SH-aLRT 지원 ≥80% 및 UFboot 지원 ≥95%를 나타냅니다.

70% of EMP samples. Soils displayed the highest taxonomic specificity, with only Omnitrophia, Velamenicoccia and class 2-02-FULL-51-18 occurring at high frequencies. Omnitrophia, Velamenicoccia and Gorgyraia occurred at higher relative abundances in anoxic aquatic environments relative to oxic waters. We propose a broad physicochemical niche for Omnitrophota, with most members being part of the rare biosphere./p>0.3 μm. On the basis of several marker gene sets, we concluded that the SAGs were not contaminated (Extended Data Fig. 1, and Supplementary Figs. 1 and 2), suggesting that either single cells were >0.3 μm or they might be dividing or are single-species aggregates. MAGs (112) from serially filtered cells revealed some species small enough to pass through a 0.2 μm filter in the Velamenicoccia (3), Gorgyraia (3) and Omnitrophia (2) classes (Fig. 2a). Similar to the SAGs, only a few MAGs were recovered from larger size fractions (>0.65 μm) from across the phylum, including Velamenicoccia (5 MAGs), Gorgyraia (8 MAGs), Omnitrophia (3 MAGs), Aquiviventia (1 MAG) and class 2-02-FULL-51-18 (1 MAG); however, whether these represent single cells >0.65 μm or aggregates is unclear. We note that 16S rRNA gene amplicon sequencing of abundant Omnitrophota populations from serial-filtered source water from Cave Spring, Kiup Spring and Grapevine Springs, all in the Spring Mountains of Nevada, produced similar results: all five classes and 13/14 families were more abundant on 0.2 μm filters than on 0.45 μm filters in all springs following tandem filtration (Fig. 2b,c). Together, these results show that cells of all classes of Omnitrophota are frequently among the smallest known cells (Supplementary Table 4)./p>0.5 μm, filled large circle). ‘Acetogen/WLP’, Wood-Ljungdahl pathway and acetogenesis; ‘acs2’, acetyl-CoA synthetase; ‘acsABCDE’, CO dehydrogenase/acetyl-CoA synthase; ‘Respiration’, ‘e- acceptors’ and ‘H2ase’ (hydrogenase) indicate genes predicted to encode proteins involved in energy metabolism. ‘Lo-O2’, cytochrome c oxidase complex; ‘Hi-O2’, cytochrome bd ubiquinol; ‘M+’, metal-reducing cytochromes; ‘e- Pilin’, conductive pili. Symbiosis-related genes include ‘T4aP’ (type-4a pilus), ‘Tad’ (tight-adherence pilus), ‘sF-ATP (‘symbiotic’ type 2/3 FoF1 ATPase α-subunit), ‘Translocase’ (ATP/ADP translocase) and ‘big ORF’ (indicating the presence of a large ORF). ‘Temp’, ‘O2’ and ‘pH’ indicate the observed temperature, oxygen concentration (mM) and pH of the sample from which each genome was sequenced. Data for additional Omnitrophota genomes are summarized in Supplementary Fig. 10./p>75% of 204 high- and medium-quality species representative genomes encoded biosynthetic pathways for nucleotides, all 20 amino acids, NAD, glutathione, pantothenate, coenzyme A, riboflavin, tetrahydrofolate and thiamine. Biosynthetic pathways for heme, cobalamin and biotin were present but not universal (that is, <75% of genomes). Biosynthetic pathways for pyridoxal-5P (M00124) were missing or incomplete across the phylum. C5-isoprenoid biosynthesis (M00096) was complete or near-complete and 4-hydroxybenzoate polyprenyltransferase was detected in >50% of genomes of the Omnitrophia and Aquiviventia, satisfying the requirements to commit 4-hydroxybenzoate to ubiquinone biosynthesis via 4-hydroxy-3-polyprenylbenzoate (M00017). However, chorismate-pyruvate lyase was not detected, so ubiquinone biosynthesis may initiate from an alternate source of 4-hydroxybenzoate rather than chorismate. Menaquinone biosynthetic pathways (M00016) were present in some Velamenicoccia genomes, particularly Zapsychrales. Quinone biosynthesis genes were absent from genomes of 2-02-FULL-51-18 species. Compared with other species from the PVC superphylum, genes not mapping to COGs were reduced in both richness and percentage (P < 0.05, one-way ANOVA and post-hoc Tukey’s HSD) (Supplementary Fig. 6). These analyses show that this phylum has a propensity towards small, streamlined genomes that retain most genes essential for a free-living lifestyle, including energy conservation./p>1% and <50% of species, or deleted if present in only one or no species. See Supplementary Tables 5 and 6 for details of these features for ANI cluster representatives. Red X indicates enzyme/complex is absent in Omnitrophota. * indicates canonical ubiquinone pathway is not complete./p>0.65 μm; Fig. 2). However, serial filtration and FACS indicated both large and small cell sizes in the class, and the scattering of systems indicating possible symbiosis suggests a complex history for this class./p> 0.05, ANOVA with post-hoc Tukey’s HSD) but were higher than those of facultative predators such as Lysobacter, Myxococcales and Streptomycetaceae, and free-living bacteria en masse (P < 0.05, ANOVA with post-hoc Tukey’s HSD; Supplementary Fig. 16); thus, we describe them as hyperactive. We caution against the interpretation that these Omnitrophota are necessarily obligate predators because their small cell size, and therefore higher DNA/biomass stoichiometry, might contribute to higher 18O content of Omnitrophota and other small cells. However, high isotope incorporation of facultative predators with large cell size in the same datasets and in other soils48 argues that the overall isotope incorporation pattern observed here for Omnitrophota is due to some form of symbiosis. Family 2-02-FULL-51-18 also assimilated high amounts of 13C-labelled glucose and oxalate, although long incubation times and high soil community complexity complicate interpretation of carbon source utilization./p>2.5 kbp using MetaBAT2 (ref. 55). The estimated quality of binned MAGs was evaluated using CheckM56, and initial classification was done using the GTDB Toolkit16 v1.1.010 to identify MAGs belonging to Omnitrophota./p>4 members. Additionally, some phyla, such as Firmicutes (labelled Firmicutes_A, Firmicutes_B and so on in GTDB) were collapsed into single units for simplicity. All phylum pairs and Omnitrophota class/phylum pairs were compared using ANOVA followed by Tukey’s HSD. The quantile of each Omnitrophota genome was then calculated as a function of this genome collection./p>

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